Определение оптимальных условий экспансии мезенхимальных стволовых клеток костного мозга человека с помощью оборудования для прижизненного мониторинга состояния культур клеток

СтатьяВОПР ГЕМАТ ОНКО ИММУНОПАТ ПЕДИАТР. 2024; Т. 23, № 4: 78–83. DOI:10.24287/1726-1708-2024-23-4-78-83

Дудорова А.А.^[1]

Ефименко М.В.^[1]

Хисматуллина Р.Д.^[1]

Масчан М.А.^[1]

Казьмина И.Н.^[1]

Илюшина М.А.^[1]

Осипова Е.Ю.^[1]

^[1]Национальный медицинский исследовательский центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева

По результатам проведенного исследования выработаны рекомендации по составу среды для экспансии мезенхимальных стволовых клеток (МСК) костного мозга человека для доклинических исследований и возможного клинического применения – наиболее эффективной является среда ALPHA-MEM с добавлением 10[%] лизата тромбоцитов. Варианты сред на основе DMEM c добавлением эмбриональной телячьей сыворотки оказались менее эффективны – доля конфлюэнтности достигала максимального значения 0,8 через 80 ч культивирования, тогда как конфлюэнтность культур МСК в средах StemMACS и ALPHA-MEM с добавлением лизата тромбоцитов продолжала возрастать и через 100 ч после начала экспансии. Среда на основе RPMI-1640 достоверно хуже других использованных сред поддерживала рост МСК. При культивировании МСК в средах с содержанием глюкозы 4,5 г/л доля клеток с жировой трансформацией через 5 сут выше, чем при культивировании в условиях содержания глюкозы 1,0 г/л – DMEM low gl, StemMacs, ALPHAMEM. Использование для экспансии МСК сред, не индуцирующих спонтанную адипогенную дифференцировку, предпочтительнее для потенциального применения МСК в клинических целях, поскольку клетки остаются некоммитированными и их дифференцировочный потенциал может быть реализован в зависимости от задач дальнейшего исследования и/или клинических потребностей при их применении. Настоящее исследование поддержано локальным этическим комитетом и утверждено решением ученого совета ФГБУ «НМИЦ ДГОИ им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России. Все участники исследования подписали добровольное информированное согласие по утвержденной форме с возможностью использования части материала для исследовательских целей.

мезенхимальные стволовые клетки

экспансия клеток

среда культивирования

адипогенная дифференцировка

лизат тромбоцитов

конфлюэнтность.

Frieedenstein A.J., Petrakova K.V., Kurolesova A.I., Frolova G.P. Heterotopic of bone marrow. Analysis of precursor cells for osteogenic and hematopoietic tissues. Transplantation 1968; 6 (2): 230–47.

Kulus M., Sibiak R., Stefanska K., Zdun M., Wieczorkiewicz M., Piotrowska-Kempisty H., et al. Mesenchymal Stem/Stromal Cells Derived from Human and Animal Perinatal Tissues – Origins, Characteristics, Signaling Pathways, and Clinical Trials. Cells 2021; 10 (12): 3278.

Lazarus H.M., Haynesworth S.E., Gerson S.L., Rosenthal N.S., Caplan A.I. Ex vivo expansion and subsequent infusion of human bone marrow-derived stromal progenitor cells (mesenchymal progenitor cells): implications for therapeutic use. Bone Marrow Transplant 1995; 16 (4): 557–64.

Golpanian S., Wolf A., Hatzistergos K., Hare J.M. Rebuilding the damaged heart: mesenchymal stem cells, cell-based therapy, and engineered heart tissue. Physiol Rev 2016; 96 (3): 1127–68.

Hoang D.M., Pham P.T., Bach T.Q., Ngo A.T., Nguyen Q.T., Phan T.T., et al. Stem cell-based therapy for human diseases. Signal Transduct Target Ther 2022; 7 (1): 1–41.

Zhou L., Zhu H., Bai X., Huang J., Chen Y., Wen J., et al. Potential mechanisms and therapeutic targets of mesenchymal stem cell transplantation for ischemic stroke. Stem Cell Res Ther 2022; 13 (1): 195–210.

Han H.T., Jin W.L., Li X. Mesenchymal stem cells-based therapy in liver diseases. Mol Biomed 2022; 3 (1): 23–74.

Gavin C., Boberg E., Von Bahr L., Bottai M., Andrén A.T., Wernerson A., et al. Tissue immune profiles supporting response to mesenchymal stromal cell therapy in acute graft-versus-host disease – a gut feeling. Stem Cell Res Ther 2019; 10: 334– 40.

Dabrowska S., Andrzejewska A., Janowski M., Lukomska B. Immunomodulatory and regenerative effects of mesenchymal stem cells and extracellular vesicles: therapeutic outlook for inflammatory and degenerative diseases. Front Immunol 2021; 11: 1–26.

Ciervo Y., Ning K., Jun X., Shaw P.J., Mead R.J. Advances, challenges and future directions for stem cell therapy in amyotrophic lateral sclerosis. Mol Neurodegener 2017; 12 (1): 85–107.

Leyendecker J.A., Gomes Pinheiro C.C., Amano M.T., Franco Bueno D. The use of human mesenchymal stem cells as therapeutic agents for the in vivo treatment of immune-related diseases: a systematic review. Front Immunol 2018; 9: 1–51.

Re F., Borsani E., Rezzani R., Sartore L., Russo D. Bone regeneration using mesenchymal stromal cells and biocompatible scaffolds: A concise rewiew of the current clinical trials. Gels 2023; 9 (5): 389–404.

Николаева Ю.А., Скоробогатова Е.В., Киргизов К.И., Пристанскова Е.А., Благонравова О.Л., Осипова Е.Ю. и др. Внутрикостное введение мезенхимальных стволовых клеток в терапии рефрактерной реакции «трансплантат против хозяина» с гипофункцией трансплантата. Педиатрия. Журнал им. Г.Н. Сперанского 2019; 98 (4): 8–14.

Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., Slaper-Cortenbach I., Marini F.C., Krause D.S., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy 2006; 8 (4): 315–7.

Mushahary D., Spittler A., Kasper C., Weber V., Charwat V. Isolation, cultivation and characterization of human mesenchymal stem cells. Cytometry A 2018; 93 (1): 19–31.

Viau S., Lagrange A., Chabrand L., Lorant J., Charrier M., Rouger K., et al. A highly standardized and characterized human platelet lysate for efficient and reproducible expansion of human bone marrow mesenchymal stromal cells. Cytotherapy 2019; 21 (7): 738–54.

Шаманская Т.В., Осипова Е.Ю., Румянцев С.А. Технологии культивирования мезенхимальных стволовых клеток ex vivo для клинического применения. Онкогематология 2009; (3): 69–77. DOI: 10.17650/1818-8346-2009-0-3-69-76.
DOI: 10.17650/1818-8346-2009-0-3-69-76

Астахова Н.М., Корель А.В., Кирилова И.А. Разработка протоколов выделения, культивирования и типирования мезенхимальных стволовых клеток из костного мозга человека. Гены и клетки 2017; 12 (3): 128.

Wong C.W., Han H.W., Hsu S.H. Changes of cell membrane fluidity for mesenchymal stem cell spheroid on biomaterial surfaces. World J Stem Cells 2022; 14 (8): 616–32.

Jakl V., Popp T., Haupt J., Port M., Roesler R., Wiese S. Effect of expansion Media on functional characteristics of bone marrow-derived mesenchymal stromal cells. Cells 2023; 12 (16): 2105–36.

Toth G., Szollosi J., Vereb G. Quantitating ADCC against adherent cells: impedance based detection is superior to release, membrane permeability, or caspase activation assays in resolving antibody dose response. Cytometry A 2017; 91 (10): 1021–9.

He L., Li M., Wang X., Wu X., Yue G., Wang T., et al. Morphology-based deep learning enables accurate detection of senescence in mesenchymal stem cell cultures. BMC Biol 2024; 22 (1): 1–17.

Parvin Nejad S., Lecce M., Mirani B., Machado Siqueira N., Mirzaei Z., Santerre J.P., et al. Serum- and xeno-free culture of human umbilical cord perivascular cells for pediatric heart valve tissue engineering. Stem Cell Res Ther 2023; 14 (1): 96–111.

Even K.M., Gaesser A.M., Ciamillo S.A., Linardi R.L., Ortved K.F. Comparing the immunomodulatory properties of equine BM-MSC culture expanded in autologous platelet lysate, pooled platelet lysate, equine serum and fetal bovine serum supplemented culture media. Front Vet Sci 2022; 25 (9): 1–14.

Fitzgerald J.C., Shaw G., Murphy J.M., Barry F. Media matters: culture medium-dependent hypervariable phenotype of mesemchymal stromal cells. Stem Cell Res Ther 2023; 14 (1): 363–78.

Altrock E., Sens-Albert C., Hofmann F., Riabov V., Schmitt N., Xu Q., et al. Significant improvements of bone marrow-derived MSC expansion fron MDS patients by defined xeno-free medium. Stem Cell Res Ther 2023; 14 (1): 156–64.

Язык текста: Русский

ISSN: 1726-1708