Ускоренный способ выявления ортопоксвирусов

СтатьяПРОБ ОСОБ ОПАС ИНФ. 2021; № 3: 106–113. DOI:10.21055/0370-1069-2021-3-106-113

Полтавченко А.Г.^[1]

Ерш А.В.^[1]

Филатов П.В.^[1]

Ушкаленко Н.Д.^[1]

Якубицкий С.Н.^[1]

Сергеев А.А.^[1]

Щербаков Д.Н.^[1]

^[1]ГНЦ вирусологии и биотехнологии «Вектор», пос. Кольцово, Новосибирская область

Материалы и методы.Материалы и методы. В культуральных неочищенных и очищенных препаратах вирусов осповакцины, эктромелии, оспы коров и кроликов, а также в крови и суспензиях тканей инфицированных мышей и кроликов выявляли ортопоксвирусный антиген в одностадийном и двустадийном вариантах дот-иммуноанализа на основе плоских белковых матриц с использованием кроличьих поликлональных антител в качестве реагентов захвата и детекции.Результаты и обсуждение.Результаты и обсуждение. Показано, что чувствительность обнаружения ОПВ обратно пропорциональна степени их очистки. Одностадийный (ускоренный) вариант анализа специфичен и позволяет в течение 39 минут выявлять ОПВ в неочищенных культуральных образцах вируса и клинических пробах в диапазоне 104–103 БОЕ/мл. Ускоренный дот-иммуноанализ может использоваться для выявления или исключения присутствия вирусной угрозы в образцах и быть полезен в различных аспектах обеспечения биологической безопасности. Простота выполнения анализа, возможность визуального учета и несложная интерпретация результатов позволяют использовать тест во внелабораторных условиях.

ортопоксвирусы

быстрое выявление

плоские белковые матрицы

дот-иммуноанализ

полевые условия

Антитела моноклональные

Безопасность

Бомбы

Вакцинация

Ванны

Ветряная оспа

Диагностика

Иммуноглобулин G

Карповые

Корь

Краснуха

Кровь

Кролики

Методы

Мыши

Мышцы живота

Ортопоксвирус

Особо опасные инфекции

Оспа

Оспа коров

Осповакцина

Полимеразная цепная реакция

Работа

Растворы

Российская Федерация

Рутин

Сера

Суспензии

Сыворотка

Ускорение

Человек

Чувствительность

Чувствительность и специфичность

Эктромелия

Shchelkunov S.N., Marennikova S.S., Moyer R.W. Orthopoxviruses Pathogenic for Humans. New York: Springer; 2005. 425 p.

Shchelkunov S.N. An increasing danger of zoonotic orthopoxvirus infections. PLoS Pathog. 2013; 9(12):e1003756. DOI: 10.1371/journal.ppat.1003756..
DOI: 10.1371/journal.ppat.1003756

Whitley R.J. Smallpox: a potential agent of bioterrorism. Antiviral Res. 2003; 57(1–2):7–12. DOI: 10.1016/s0166-3542(02)00195-x..
DOI: 10.1016/s0166-3542(02)00195-x

Wallin A., Luksiene Z., Zagminas K., Surkiene G. Public health and bioterrorism: renewed threat of anthrax and smallpox. Medicina (Kaunas). 2007; 43(4):278–84.

Rimoin A.W., Mulembakani P.M., Johnston S.C., Smith J.O., Kisalu N.K., Kinkela T.L., Blumberg S., Thomassen H.A., Pike B.L., Fair J.N., Wolfe N.D., Shongo R.L., Graham B.S., Formenty P., Okitolonda E., Hensley L.E., Meyer H., Wright L.L., Muyembe J.J. Major increase in human monkeypox incidence 30 years after smallpox vaccination campaigns cease in the Democratic Republic of Congo. Proc. Natl Acad. Sci. USA. 2010; 107(37):16262–7. DOI: 10.1073/pnas.1005769107..
DOI: 10.1073/pnas.1005769107

Rimoin A., Graham B. Whither monkeypox vaccination. Vaccine. 2011; 29Suppl4(Suppl4):D60-4. DOI: 10.1016/j.vaccine.2011.09.004..
DOI: 10.1016/j.vaccine.2011.09.004

McCollum A.M., Damon I.K. Human monkeypox. Clin. Infect. Dis. 2014; 58(2):260–7. DOI: 10.1093/cid/cit703..
DOI: 10.1093/cid/cit703

Centers for Disease Control and Prevention. Multistate outbreak of monkeypox. Illinois, Indiana and Wisconsin: JAMA; 2003. Р. 30–31.

Wiacek K., Cwynar J., Bursa D., Horban A., Telega G., Mazur A. A case of cowpox virus infection in a 15-year-old boy and literature overview. Pediatria polska. 2017; 92:778–80. DOI: 10.1016/j.pepo.2017.07.004..
DOI: 10.1016/j.pepo.2017.07.004

Vorou R.M., Papavassiliou V.G., Pierroutsakos I.N. Cowpox virus infection: an emerging health threat. Curr. Opin. Infect. Dis. 2008; 21(2):153–6. DOI: 10.1097/QCO.0b013e3282f44c74..
DOI: 10.1097/QCO.0b013e3282f44c74

Trindade G.S., Lobato Z.I., Drumond B.P., Leite J.A., Trigueiro R.C., Guedes M.I., da Fonseca F.G., dos Santos J.R., Bonjardim C.A., Ferreira P.C., Kroon E.G. Short report: isolation of two vaccinia virus strains from a single bovine vaccinia outbreak in rural area from Brazil: implications on the emergence of zoonotic orthopoxviruses. Amer. J. Trop. Med. Hyg. 2006; 75(3):486–90.

Townsend M.B., MacNeil A., Reynolds M.G., Hughes C.M., Olson V.A., Damon I.K., Karem K.L. Evaluation of the Tetracore Orthopox BioThreat® antigen detection assay using laboratory grown orthopoxviruses and rash illness clinical specimens. J. Virol. Meth. 2013; 187(1):37–42. DOI: 10.1016/j.jviromet.2012.08.023..
DOI: 10.1016/j.jviromet.2012.08.023

Mabey D., Peeling R.W., Ustianowski A., Perkins M.D. Diagnostics for the developing world. Nat. Rev. Microbiol. 2004; 2:231–40. DOI: 10.1038/nrmicro841..
DOI: 10.1038/nrmicro841

Petersen K., McMillan W. IVD systems in bioterrorism response. IVD Technol. 2002; 3:12–9.

Gavrilova E., Shcherbakov D., Maksyutov R., Shchelkunov S. Development of real-time PCR assay for specifc detection of cowpox virus. J. Clin. Virol. 2010; 49(1):37–40. DOI: 10.1016/j.jcv.2010.06.003..
DOI: 10.1016/j.jcv.2010.06.003

Stern D., Olson V., Smith S., Pietraszczyk M., Miller L., Miethe P., Dorner B., Nitsche A. Rapid and sensitive point-of-care detection of orthopoxviruses by ABICAP immunofltration. Virol. J. 2016; 13(1):207. DOI: 10.1186/s12985-016-0665-5..
DOI: 10.1186/s12985-016-0665-5

Stern D., Pauly D., Zydek M., Miller L., Piesker J., Laue M., Lisdat F., Dorner M.B., Dorner B.G., Nitsche A. Development of a genus-specifc antigen capture ELISA for orthopoxviruses – target selection and optimized screening. PLoS ONE. 2016; 11(3):e0150110. DOI: 10.1371/journal.pone.0150110..
DOI: 10.1371/journal.pone.0150110

Полтавченко А.Г., Ерш А.В., Таранов О.С., Якубицкий С.Н., Филатов П.В. Быстрый иммунохимический метод выявления ортопоксвирусов (Orthopoxvirus, Chordopoxvirinae, Poxviridae). Вопросы вирусологии. 2019; 64(6):291–7. DOI: 10.36233/0507-4088-2019-64-6-291-297..
DOI: 10.36233/0507-4088-2019-64-6-291-297

Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Washington: National Academies Press; 1996. 154 р.

Poltavchenko A.G., Zaytzev B.N., Ersh A.V., Korneev D.V., Taranov O.S., Filatov P.V., Nechitaylo O.V. The selection and optimization of the detection system for self-contained multiplexed dot-immunoassay. J. Immunoassay Immunochem. 2016; 37(5):540–54. DOI: 10.1080/15321819.2016.1174134..
DOI: 10.1080/15321819.2016.1174134

Poltavchenko A., Zaitsev B., Ersh A. Taranov O., Korneev D., Nikonov A. Selection of Substrate Material for Protein Arrays. Prot. Met. Phys. Chem. Surf. 2016; 52(2):301–7. DOI: 10.1134/S2070205116020234..
DOI: 10.1134/S2070205116020234

Сергеев Ал.А., Булычев Л.Е., Пьянков О.В., Сергеев Ар.А., Боднев С.А., Кабанов А.С., Туманов Ю.В., Юрганова И.А., Шишкина Л.Н., Агафонов А.П., Сергеев А.Н. Чувствительность различных видов животных к вирусу оспы обезьян. Проблемы особо опасных инфекций. 2012; 111(1):88–91. DOI: 10.21055/0370-1069-2012-1(111)-88-91..
DOI: 10.21055/0370-1069-2012-1(111)-88-91

Czerny C.P., Meyer H., Mahnel H. Establishment of an ELISA for the detection of orthopox viruses based on neutralizing monoclonal and polyclonal antibodies. Zentralbl. Veterinarmed B. 1989; 36(7):537–46. DOI: 10.1111/j.1439-0450.1989.tb00641.x..
DOI: 10.1111/j.1439-0450.1989.tb00641.x

Gilchuk I., Gilchuk P., Sapparapu G., Lampley R., Singh V., Kose N., Blum D., Hughes L., Satheshkumar P., Townsend M., Kondas A., Reed Z., Weiner Z., Olson V., Hammarlund E., Raue H., Slifka M., Slaughter J., Graham B., Edwards K., Eisenberg R., Cohen G., Joyce S., Crowe J. Cross-Neutralizing and Protective Human Antibody Specifcities to Poxvirus Infections. Cell. 2016; 167(3):684–94. DOI:10.1016/j.cell.2016.09.049..
DOI: 10.1016/j.cell.2016.09.049

Язык текста: Русский

ISSN: 0370-1069